蛋白质凝胶染色方法
01.考马斯亮蓝染色
考马斯亮蓝染色最早由Fazekas等在1963年用于醋酸纤维素膜电泳，并认为同样可用于纸电泳、琼脂糖电泳和淀粉凝胶电泳。1965年Meyer等将此方法应用于聚丙烯酰胺凝胶电泳。
1.1染色原理
考马斯亮蓝染色目前广泛运用的是考马斯亮蓝R-250。其原理是利用考马斯亮蓝分子上的芳香苯环与蛋白质的疏水区结合；同时其亚硫酸基团（-SO32-）与蛋白质的正电荷结合，使蛋白质染出蓝色条带。（如图1）
图1. 考马斯亮蓝凝胶染色结果图
1.2操作步骤
1.3常见问题及解决方法
| 问题 | 原因分析 | 推荐解决方法 |
| 凝胶背景过深，无法看清蛋白条带 | 染色时间过长 | 适当减少染色时间 |
| 脱色时间不足 | 脱色时加热 | |
| 染色条带浅 | 染色时间短 | 延长染色时间
染色时加热操作 |
| 染色液中R-250不足 | 重新配置染色液后对凝胶进行染色 |
02银染
2.1染色原理
在碱性条件下，用甲醛将蛋白带上的硝酸银（银离子）还原成金属银，以使银颗粒沉积在蛋白带上。染色的程度与蛋白中的一些特殊的基团有关，不含或者很少含半胱氨酸残基的蛋白质有时候呈负染。（如图2）
图2. 银染凝胶染色结果图
2.2操作步骤
2.3常见问题及解决方法
| 问题 | 原因分析 | 推荐解决方法 |
| 凝胶背景深 | 电泳时凝胶被污染 | 更换新的电泳液，电泳槽内用纯水冲洗干净。 |
| 染色操作时污染 | 使用专门的容器，使用前用纯水冲洗干净。
用纯水配制试剂。 操作时更换新的手套。 |
|
| 显色时间过长 | 显色过程时刻观察凝胶变色情况，及时终止。 | |
| 蛋白条带太浓 | 样品上样浓度过高 | 对样品进行稀释 |
| 样品串孔，无法分析结果 | 电泳点样时飘出胶孔 | 使用细长的枪头，将样品加至胶孔底部。
制样时加入足量的loading buffer。 |
图4 阿利新蓝凝胶染色结果图
金属染色分为正染和负染两种，CuCl2、ZnCl2等染色法属于负染，即凝胶的背景颜色深而蛋白质条带很浅。相反，CaCl2法则属于正染色法，主要依靠金属离子、SDS、蛋白质和Tris之间的相互作用将蛋白条带进行染色。
总结
| 染色方法 | 适用范围 | 优点 | 缺点 |
| 考马斯亮蓝染色 | 常规蛋白质 | 操作简便
通用性高 重复性好 稳定性高 |
试剂有刺激气味
染料沾染后难以去除 |
| 银染 | 常规蛋白质 | 灵敏度高 | 操作繁琐
试剂要求高 |
| PAS染色 | 糖蛋白 | 染料成本低
染色后无背景 |
试剂配制繁琐 |
| 阿利新蓝染色 | 糖蛋白 | 可区分酸性多糖物质的类别 | 染料价格高
背景深 操作较为繁琐 |
| 碘染 | 牛血清白蛋白、兔血清白蛋白、人血浆α 2-巨球蛋白、血青素、胰蛋白酶抑制剂 | 染色蛋白专一性高 | 适用范围窄 |
| 金属离子染色-正染 | 蛋白保持完整并有效回收以做进一步的结构和生物学分析 | 保持蛋白结构完整
灵敏度高 |
稳定性较差
不能直观看到蛋白条带 染色方法不稳定，影响因素较多 适用范围窄 |
| 金属离子染色-正染 | 染色后条带稳定
能直观观察蛋白条带 |
染色方法不稳定，影响因素较多
适用范围窄 |
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